Z dużym zainteresowaniem zapoznaliśmy się z Quizem dermatologicznym autorstwa Magdaleny Maciejewskiej, Aleksandry Bętkowskiej, Joanny Czuwary, Małgorzaty Olszewskiej oraz Lidii Rudnickiej opublikowanym w zeszycie 1/2024 „Przeglądu Dermatologicznego” [1].
Powierzchowne infekcje grzybicze (tj. zakażenia ograniczone do warstwy rogowej naskórka, bez zapalnej reakcji tkankowej) obejmują: łupież pstry (najczęstsza dermatoza z tej grupy w Polsce), piedrę (czarną i białą) oraz grzybicę czarną (tinea nigra; TN) [2].
Obserwowany w ostatnim dwudziestoleciu gwałtowny rozwój nowatorskich terapii molekularnych w dermatologii spowodował, że diagnostyka i terapia dermatoz zakaźnych stanowi szczególne wyzwanie dla klinicystów. Problem infekcji grzybiczych skóry i jej przydatków jest w ostatnich latach w Polsce bagatelizowany, co prowadzi do opóźnionej (często nieprawidłowej) diagnozy ze wszystkimi tego następstwami [3]. Grzybica czarna wywoływana jest najczęściej przez formę drożdżową pleśni (tzw. czarne drożdże, black yeasts) Hortaea werneckii (poprzednio klasyfikowany w rodzajach Phaeoannellomyces, Exophiala i Cladosporium; możliwy jest także udział Stenella araguata jako czynnika etiologicznego choroby) i występuje głównie w krajach o klimacie tropikalnym. W piśmiennictwie istnieją jednak doniesienia o coraz częstszym pojawianiu się tego patogenu w krajach Europy [4–6]. Hortaea werneckii jest glebowym, lipofilnym, opornym na sól (organizm halofilny) i niskie pH grzybem, który wnika do naskórka osób zdrowych (zwłaszcza w okolicach bogatych w gruczoły potowe) zazwyczaj z gleby, piasku, drewna i kompostu. Obraz kliniczny infekcji (ciemna plama) związany jest z akumulacją przypominającej melaninę substancji wewnątrz grzyba [2]. Autorzy quizu obrazowo opisali klinikę grzybicy czarnej oraz diagnostykę dermatoskopową i dermatopatologiczną infekcji. Należy jednak pamiętać, że diagnostyka mykologiczna (zgodnie z rekomendacjami Polskiego Towarzystwa Dermatologicznego z 2015 roku) wciąż jako złoty standard traktuje bezpośrednie badanie mikroskopowe oraz hodowlę [7].
Ze względu na sporadyczne występowanie grzybicy czarnej w Polsce diagnostyka laboratoryjna może stwarzać problemy, co zresztą znalazło odzwierciedlenie w quizie, gdzie nie podano wyniku badania mykologicznego. Wzrost kolonii na podłożu Sabourauda jest dosyć wolny, ok. 1 tygodnia. Początkowo przybierają one śluzową konsystencję (drożdży), z czasem pokrywają się grzybnią powietrzną. Mikroskopowo stwierdza się strzępki z przegrodami oraz charakterystyczne dwukomórkowe, brązowe, cylindryczne do wrzecionowatych komórki drożdżopodobne, które na zwężających się końcach tworzą annelidy [8]. Czarne kolonie grzyba przez niedoświadczonego mikrobiologa mogą zostać uznane za inny gatunek (Aureobasidium pullulans, Exophiala spp.) i zostać pominięte jako zanieczyszczenie środowiskowe próbki. Pominięcie wyrosłych kolonii jako czynnika etiologicznego przy dodatnim preparacie bezpośrednim rozjaśnionym KOH będzie wskazywać na zakażenie grzybicze bez potwierdzonego czynnika etiologicznego i może również zostać uznane za zakażenie dermatofitowe, jeśli nie będzie opatrzone komentarzem, że stwierdzono formy melanistyczne. Dlatego ważne jest, by na skierowaniu do laboratorium wskazać podejrzewane schorzenie, a nie ograniczać się do odznaczenia rubryki „badanie w kierunku grzybicy powierzchniowej”.
Pozwalamy sobie także przypomnieć skrótową, przydatną praktycznie diagnostykę różnicową grzybicy czarnej w postaci tabeli 1 [1, 9].
Piśmiennictwo
1. Maciejewska M., Bętkowska A., Czuwara J., Olszewska M., Rudnicka L.: Quiz dermatologiczny. Dermatol Rev 2024, 111: 69-70.
2.
Schwartz R.A.: Superficial fungal infections. Lancet 2004, 364, 1173-1182.
3.
Jaworek A.K., Pełka K., Kozicka K., Kaleta K., Suchy W., Wójkowska-Mach J. i inni: Current challenges in diagnosing and treating infectious skin diseases – a case series. Przegl Epidemiol 2024, 78, 27-43.
4.
Di Cristo N., Savoia P., Rossetto A.L., Veronese F., Graziola F., Zavattaro E.: Tinea nigra with dermoscopic diagnosis: first autochthonous case in Italy? J Eur Acad Dermatol Venereol 2023, 37, 648-650.
5.
Chadfield H.W., Campbell C.K.: A case of tinea nigra in Britain. Br J Dermatol 1972, 87, 505-508.
6.
Cabañes F.J., Bragulat M.R., Castellá G.: Hortaea werneckii isolated from silicone scuba diving equipment in Spain. Med Mycol 2012, 50, 852-857.
7.
Maleszka M., Adamski Z., Szepietowski J., Baran E.: Treatment of superficial fungal infections – recommendations of experts of Mycological Section of Polish Dermatological Society. Dermatol Rev 2015, 102, 305-315.
8.
de Hoog G.S., Guarro J., Gene J., Ahmed S.A., Hatmi A.M.S., Figueras M.J. i inni: Atlas of Clinical Fungi. 4th ed. Westerdijk Institute, Universitat Rovira i Virgili, Utrecht/Reus. ISBN: 90703514392020.
9.
Lima Dantas M., Serrão Fensterseifer G., Henrique Martins P., Paipilla Hernandez I.A., Eibs Cafrune F.: Entodermoscopy in the diagnosis of tinea nigra: two case reports. Dermatol Pract Concept 2020, 10, e2020065.
